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Autor: Álvarez Yepes, Daniela (Comienzo)
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Autor: Álvarez Yepes, Daniela ; Gutiérrez Sánchez, Pablo Andrés ; Marín Montoya, Mauricio ; Gutiérrez Sánchez, Pablo Andrés ; Marín Montoya, Mauricio
Título: SECUENCIACIÓN DEL GENOMA DEL Potato yellow vein virus (PYVV) Y DESARROLLO DE UNA PRUEBA MOLECULAR PARA SU DETECCIÓN
Genome sequencing of Potato yellow vein virus (PYVV) and development of a molecular test for its detection
ISSN: 1316-3361
Fecha: 2017
Páginas/Colación: pp. 3-14
En:/ BIOAGRO Vol 29 Nro.1 Enero - Abril 2017
Información de existenciaInformación de existencia
Categoría Temática: Palabras: AGR01 AGR01
Palabras Claves del Autor: Palabras: CRINIVIRUS CRINIVIRUS, Palabras: NGS NGS, Palabras: RT-PCR EN TIEMPO REAL RT-PCR EN TIEMPO REAL, Palabras: SECUENCIACIÓN MASIVA SECUENCIACIÓN MASIVA, Palabras: SOLANUM PHUREJA SOLANUM PHUREJA
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RESUMEN
El Potato yellow vein virus (PYVV) es uno de los virus más limitantes en cultivos de papa de la región andina. Es transmitido por moscas blancas y por tubérculos-semilla, por lo que la disponibilidad de métodos de detección resulta fundamental para su manejo. En este estudio se secuenció completamente el genoma de un aislamiento de PYVV de Solanum phureja en La Unión (Antioquia, Colombia), utilizando la secuenciación de nueva generación (NGS) y con base en dicha secuencia se diseñaron tres pares de cebadores para la detección del virus mediante RT-PCR convencional y RT-PCR en tiempo real (RT-qPCR). Estas pruebas fueron evaluadas en 12 muestras asintomáticas y en cuatro sintomáticas. El genoma del virus consistió en tres segmentos de ARN con tamaños de 8032, 5330 y 3891 nt y 10 marcos abiertos de lectura (ORF). Al comparar los niveles de identidad de los tres segmentos con aquellos del único genoma disponible en GenBank (PRJNA14924), se encontraron niveles superiores al 99,2 %. Los cebadores para la cápside (CP) permitieron la detección del PYVV por RT-qPCR en cinco de las muestras foliares asintomáticas (Ct=16,55-29,34; Tm=77,3-77,8 °C) y en las cuatro muestras con amarillamiento de venas. Los cebadores para RT-PCR convencional amplificaron los productos esperados de CP (496 pb) y de la cápside menor (793 pb) en las muestras sintomáticas, pero no en aquellas asintomáticas. Se sugiere el uso de RT-qPCR en programas de certificación de tubérculo-semilla de papa y de RT-PCR convencional para apoyar los análisis filogenéticos y de variabilidad molecular del virus.

Palabras clave adicionales: Crinivirus, NGS, RT-PCR en tiempo real, secuenciación masiva, Solanum phureja

ABSTRACT

Genome sequencing of Potato yellow vein virus (PYVV) and development of a molecular test for its detection

Potato yellow vein virus (PYVV) is one of the most limiting viruses of potato crops in the Andean region. This virus is transmitted by whiteflies and infected tuber-seeds making the availability of adequate detection tools a very important need for management of the disease. In this study, the genome sequence of a PYVV isolate was obtained using the next generation sequencing (NGS) of infected leaves from a Solanum phureja plant in La Unión (Antioquia, Colombia) and, based on the genome data, three primer pairs for PYVV detection by RT-PCR and RT-qPCR were designed and tested in asymptomatic (12) and symptomatic (4) samples. The PYVV genome comprised three RNA segments of 8032, 5330 and 3891 nt containing a total of ten open reading frames. Comparison with the only PYVV genome sequence (PRJNA14924) available revealed an identity above 99.2 %. Primers targeting the coat (CP) sequence detected PYVV by RT-qPCR in five asymptomatic leaf samples (Ct=16.55-29.34; Tm=77.3-77.8 °C) and in the four samples showing vein-yellowing symptoms. Detection by RT-PCR resulted in fragments of the expected size for both the CP (496 bp) and the minor coat (793 bp) in symptomatic leaves. No amplification products were observed in asymptomatic material using these primers. We propose the use of RT-qPCR in tuber-seed certification programs and RT-PCR in phylogenetic and molecular variability studies of PYVV.

Additional key words: Crinivirus, deep sequencing, NGS, real-time RT-PCR, Solanum phureja

REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
1. Aguilar, J.M., M. Franco, C.F. Marco, B. Berdiales, E. Rodríguez, V. Truniger y M.A. Aranda. 2003. Further variability within the genus Crinivirus, as revealed by determination of the complete RNA genome sequence of Cucurbit yellow stunting disorder virus. Journal of General Virology 84: 2555-2564.
2. Alba, V.R. 1950. Viropatógenos. Conferencia Latinoamericana de Especialistas en Papa. Bogotá. pp. 52-58.
3. Bertolini, E., A. Moreno, N. Capote, A. Olmos, A. de Luis, E. Vidal, J. Pérez y M. Cambra. 2008. Quantitative detection of Citrus tristeza virus in plant tissues and single aphids by real-time RT-PCR. European Journal of Plant Pathology 120:177-188.
4. Chaves, G., M. Guzmán y L. Ortíz. 2013. Genetic structure and evidence of putative Darwinian diversifying selection in the Potato yellow vein virus (PYVV). Agronomía Colombiana 31: 161-168.
5. Chaves, G., K. Cubillos y M. Guzmán. 2014. First report of recombination in Potato yellow vein virus (PYVV) in Colombia. Tropical Plant Pathology 39: 234-241.
6. Cubillos, K.A. y M.M. Guzmán. 2015. Molecular variability of three genes of Potato vein yellow virus infecting Solanum tuberosum using single strand conformational polymorphism. Acta Biológica Colombiana 20: 233-237.
7. Gil, J.F., J.M. Cotes y M. Marín. 2011. Incidencia de potyvirus y caracterización molecular de PVY en regiones productoras de papa (Solanum tuberosum L.) de Colombia. Revista Colombiana de Biotecnología 13: 85-93.
8. Gish, W. y D.J. States. 1993. Identification of protein coding regions by database similarity search. Nature Genetics 3: 266-272.
9. Guzmán, M., E., Ruíz, N. Arciniegas y R. Coutts. 2006. Occurrence and variability of Potato yellow vein virus in three departments of Colombia. Journal of Phytopathology 154: 748-750.
10. Guzmán-Barney, M. y P. Rodríguez. 2010. Susceptibility of Solanum phureja (Juz. et Buk.) to Potato yellow vein virus. Agronomía Colombiana 28: 219-224.
11. Guzmán, M., L. Franco, D. Rodríguez, L. Vargas y J.E. Fierro. 2012. Yield losses in Solanum tuberosum group Phureja cultivar Criolla Colombia in plants with symptoms of PYVV in field trials. American Journal Potato Research 89: 438-447.
12. Guzmán, M., A.K. Hernández y L. Franco. 2013a. Tracking foliar symptoms caused by tuber-borne Potato yellow vein virus (PYVV) in Solanum phureja (Juz et Buk) cultivar Criolla Colombia. American Journal Potato Research 90: 284-293.
13. Guzmán, M., P.A. Rodríguez y J. Calderón. 2013b. Detección por inmunoimpresión de Potato yellow vein virus (PYVV). Herramienta sencilla y útil para diagnóstico del Virus de amarillamiento de nervaduras de papa y la certificación de semillas en diferentes órganos de papa. Bogotá, Universidad Nacional de Colombia. 28 p.
14. Harju, V.A., A. Skelton, G.R. Clover, C. Ratti, N. Boonham, C.M. Henry y R.A. Mumford. 2005. The use of real-time RT-PCR (TaqMan) and post-ELISA virus release for the detection of Beet necrotic yellow vein virus types containing RNA 5 and its comparison with conventional RT-PCR. Journal of Virological Methods 123: 73-80.
15. Hernández A.K. y M.M. Guzmán. 2014. Detección del virus del amarillamiento de las nervaduras de la hoja de la papa en diferentes órganos de Solanum tuberosum grupo Phureja cv Criolla Colombia utilizando RT-PCR convencional y en tiempo real. Revista Colombiana de Biotecnología 16: 74-85.
16. King, A.M., M.J. Adams, E.B. Carstens y E.J. Lefkowitz. 2012. Virus taxonomy: classification and nomenclature of viruses. Ninth Report of the International Committee on Taxonomy of Viruses. Elsevier. San Diego. 1327 p.
17. Klaassen, V.A., M.L. Boeshore, E.V. Koonin, T. Tian y B.W. Falk. 1995. Genome structure and phylogenetic analysis of Lettuce infectious yellows virus, a whitefly-transmitted, bipartite closterovirus. Virology 208: 99-110.
18. Langmead, B. y S. Salzberg. 2012. Fast gapped-read alignment with Bowtie 2. Nature Methods 9: 357-359.
19. Livieratos, I., E. Eliasco, G. Muller, R. Olsthoorn, L. Salazar, W. Pleij y R. Coutts. 2004. Analysis of the RNA of Potato yellow vein virus: evidence for a tripartite genome and conserved 3'-terminal structures among members of the genus Crinivirus. Journal of General Virolology 85: 2065-2075.
20. López, R., C. Asensio, M. Guzmán y N. Boonham. 2006. Development of real-time and conventional RT-PCR assays for the detection of Potato yellow vein virus (PYVV). Journal of Virological Methods 136: 24-29.
21. Medina, H.C., P.A. Gutiérrez y M. Marín. 2015. Detección del Potato virus Y (PVY) en tubérculos de papa mediante TAS-ELISA y qRT-PCR en Antioquia (Colombia). Bioagro 27: 83-92.
22. Muñoz, D., P.A. Gutiérrez y M. Marín. 2016. Detección y caracterización molecular del Potato virus Y (PVY) en cultivos de papa (Solanum tuberosum L.) del norte de Antioquia, Colombia. Revista Protección Vegetal 31: 9-19.
23. Muñoz-Baena, L., P.A. Gutiérrez y M. Marín. 2016. Detección y secuenciación del genoma del Potato virus Y (PVY) que infecta plantas de tomate en Antioquia, Colombia. Bioagro 28: 69-80.
24. Offei, S.K., N. Arciniegas, G. Muller, M. Guzmán, L.F. Salazar y R.H. Coutts. 2004. Molecular variation of Potato yellow vein virus isolates. Archives of Virology 149: 821-827.
25. Osorio, M.E., A.F. Marques, G.J. Romay, S.E. Roa, J.R. Demey y A.L. Vegas. 2016. Adaptación de la técnica RT-PCR para el diagnóstico del virus del amarillamiento de las venas de papa en Venezuela. Bioagro 28: 47-52.
26. Rodríguez, P., G. Chaves, L. Franco y M. Guzmán. 2010. Low molecular variability of Potato yellow vein virus (PYVV) isolates of Solanum phureja and Solanum tuberosum from Colombia. Phytopathology 100: S176.
27. Salazar, L., G. Muller, M. Querci, J. Zapata y R. Owens. 2000. Potato yellow vein virus: its host range, distribution in South America and identification as a Crinivirus transmitted by Trialeurodes vaporariorum. Annals of Applied Biology 137: 7-19.
28. Salazar, L. 2006. Emerging and re-emerging potato diseases. Potato Research 49: 43-47.
29. Sharma, S. y I. Dasgupta. 2012. Development of SYBR Green I based real-time PCR assays for quantitative detection of Rice tungro bacilliform virus and Rice tungro spherical virus. Journal of Virological Methods 181: 86-92.
30. Tamura, K., G. Stecher, D. Peterson, A. Filipski y S. Kumar S. 2013. MEGA6: Molecular evolutionary genetics analysis. Molecular Biology and Evolution 30: 2725-2729.
31. Tian, T., L. Rubio, H. Yeh, B. Crawford, y B.W. Falk. 1999. Lettuce infectious yellows virus: in vitro acquisition analysis using partially purified virions and the whitefly Bemisia tabaci. Journal of General Virology 80: 1111-1117.
32. Vallejo, D., P.A. Gutiérrez y M. Marín. 2016. Genome characterization of a Potato virus S (PVS) variant from tuber sprouts of Solanum phureja Juz. et Buk. Agronomía Colombiana 34: 51-60.
33. Villamil, A., W.J. Cuellar y M. Guzmán. 2014. Natural co-infection of Solanum tuberosum crops by the Potato yellow vein virus and potyvirus in Colombia. Agronomía Colombiana 32: 213-223.
34. Wei, T., G. Lu y G.R. Clover. 2009. A multiplex RT-PCR for the detection of Potato yellow vein virus, Tobacco rattle virus and Tomato infectious chlorosis virus in potato with a plant internal amplification control. Plant Pathology 58: 203-209.


 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

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